Учебное пособие candida кандидозы лабораторная диагностика
… грибы рода Candida размножаются на любом биологическом субстрате.
В связи с тем, что для заболевания кандидозом характерен полиморфизм клинических проявлений лабораторному исследованию подлежит разнообразный патологический материала. В зависимости от характера и локализации поражения, для лабораторного анализа берут:
• мокроту;
• соскобы с кожи или слизистых оболочек;
• ногтевые чешуйки;
• кровь, ликвор, мочу, желчь, фекалии;
• пунктаты из закрытых полостей, отделяемое свищей;
• биопсированный и секционный материал.
Вначале производят исследование нативного материала (за исключением крови); при этом ликвор, мочу и желчь подвергают (!) предварительному центрифугированию (1500 – 2000 об/мин, 10 – 15 мин). Препараты готовят в 10 – 20% растворе щелочи при слабом нагревании.
Обнаружение нитчатой фазы возбудителя (мицелия или псевдомицелия) является важным свидетельством наличия кандидоза. Количество дрожжевых клеток в каждом поле зрения служит ориентиром при подготовке серийных разведений для количественного посева на плотные питательные среды: единичные клетки в поле зрения при большом увеличении микроскопа (х400) свидетельствуют об их содержании порядка десятков тысяч в 1 мл исследуемого материала.
Разведения патологического материала, содержащего нормальную микрофлору (мокрота, фекалии, моча, желчь и т.д.), готовят в жидкой питательной среде (обычно жидкое сусло или жидкая среда Сабуро) и затем высевают определенное количество материала (0,1 – 0,2 мл) на аналогичные плотные среды. Для подавления роста контаминирующих бактерий в среды добавляют антибактериальные антибиотики (чаще всего применяют пенициллин и стрептомицин: по 50 – 100 ед/мл среды или 0,05% хлорамфеникола).
Если вместо соскобов использованы смывы, то тампоны предварительно встряхивают в течение нескольких минут в 5 – 7 мл жидкой питательной среды, а затем производят посев на плотные среды определенного объема соответствующего разведения исходной взвеси. Соскобы с кожи и ногтевых пластинок помещают на скошенные питательные среды. Посев крови и ликвора производят в 10-кратный объем жидкой среды Сабуро или МПБ с 2% глюкозы без добавления антибиотиков, так как кандидозная фунгемия иногда сочетается с бактериальным сепсисом. Наиболее высокую эффективность выделения грибов из крови удалось обеспечить при использовании комбинированной сердечно-мозговой среды. Посев крови делают 3-4-кратно, осуществляя забор из разных вен с интервалом в несколько дней при (1) отсутствии парентерального питания или (2) капельного введения лекарственных веществ. При наличии у больного фунгемии рост грибов появляется через 24-48 ч, максимальная инкубация осуществляется до 30 суток при периодических пересевах на плотную питательную среду.
Биопсированный и секционный материал используют для приготовления гистологических препаратов (окраска PAS-методом), а остатки материала высевают (методом отпечатков или после предварительного измельчения) на плотные и в жидкие питательные среды. Инкубацию предпочтительнее проводить при 25 – 30оС, хотя патогенные для человека виды грибов хорошо растут и при 37оС. Достаточных размеров колонии формируются через 48 ч культивирования, хотя точечный рост можно обнаружить уже на следующий день после первичного посева. При отсутствии роста на агаровых средах делают высев с жидких питательных сред на сектора для получения изолированных колоний.
При исследовании мочи наряду с культуральным методом рекомендуется дополнительное исследование, имеющее целью (!) выявление иммуноглобулинов человека на поверхности бластоспор. Для этого около 5 мл второй порции мочи центрифугируют в течение 5-10 мин при 1500 об/мин и из осадка готовят (1) нативные препараты и мазки, окрашенные по Граму, а также (2) препараты для иммунолюминесцентного исследования при котором фиксацию осуществляют метанолом, а после высушивания мазка наносят антисыворотку против глобулинов человека, меченную изотиоцианатом флюоресцеина.
В осадке мочи больных мочекаменной болезнью нередко (около 7% проб) присутствуют клетки золотистого стафилококка (В.Г. Кубась и соавт.), которые за счет наличия у них белка А неспецифически связывают Fc-фрагменты IgG, что может привести к получению ложноположительных результатов реакции иммунолюминесценции. При выявлении грамположительных кокков для блокировки белка А рекомендовано (В.Г. Кубась и соавт.) к осадку мочи добавлять равный объем кроличьего глобулина с концентрацией белка 1,0 мг/мл. После (1) инкубации смеси при 37оС в течение 30 мин и (2) 3-кратного промывания осадка фосфатным буферным раствором (3) готовят мазки и (4) фиксируют их метанолом. Предварительная обработка кроличьим глобулином взвесей золотистых стафилококков (100-500 млн/мл) подавляла их неспецифическую флюоресценцию.
Выявление светящихся дрожжевых клеток при параллельном обнаружении дрожжей в нативном и окрашенном по Граму препаратах свидетельствует о том, что они несут на своей поверхности специфические глобулины, то есть о наличии у пациента тканевых поражений. Положительный антиглобулиновый тест свидетельствует о кандидозном поражении мочевыводящих путей. Контролем для исключения аутофлюоресценции дрожжевых клеток является исследование неокрашенного препарата.
(!) Видовое определение выделенных культур является важным критерием диагностики и имеет комплексный характер, включающий (1) изучение внешнего вида колонии, (2) ферментативной активности и (3) ассимиляционной способности штамма, (4) типа филаментации, а также (5) характера роста в жидкой питательной среде (наличие поверхностной пленки, поднимающееся по стенке пробирки над поверхностью среды кольцо и т.д.). Большинство патогенных для человека видов грибов рода Candida может быть идентифицировано без постановки ассимиляционного теста.
Из-за резкого преобладания C. albicans у больных и миконосителей, у выросшей культуры прежде всего выявляют наличие характерного морфологического признака этого вида – хламидоспоры. С этой целью производят прерывистый штриховой посев на рисовый агар, часть посева покрывают фламбированным покровным стеклом. Посевы инкубируют при 37оС или при 22оС. Подавляющее большинство штаммов C. albicans образуют хламидоспоры через 12-24 ч, реже – через 48 ч. Выявление хламидоспор позволяет идентифицировать культуру как C. albicans и не проводить дальнейших исследований. Культуры, у которых хламидоспоры выявить не удалось, исследуют по комплексу признаков.
Ферментативную активность определяют на обычных средах «пестрого ряда» или в дрожжевом аутолизате, в которых конценирация углеводов должна составлять 2%. Инкубацию проводят при 25-28оС. Некоторые штаммы могут вызывать ферментацию в поздние сроки (10-20 дней), поэтому для ускорения процесса рекомендуют использовать агаризованные Среды (0,1-0,15% агар-агара); при этом срок наблюдения сокращается до 2 дней.
При постановке ассимиляционного теста в стерильную чашку Петри вносят 1-2 мл взвеси культуры, которую заливают 18-20 мл базовой среды с добавлением дрожжевого аутолизата, охлажденной до 43-45°. После застывания агара его подсушивают и на поверхность наносят стерильные диски фильтровальной бумаги, пропитанной 20% или насыщенным раствором изучаемого источника питания. Можно также на поверхность агара наносить небольшие количества нерастворенного источника питания. Чашки инкубируют в перевернутом виде при 25-28оС; в положительных случаях в течение 2-4 дней вокруг источника питания обнаруживается рост культуры гриба.
Для выявления типов роста посев осуществляется на картофельный агар с 1% глюкозы методом «врезания»: микологическую лопатку с биомассой культуры погружают на 1/3 толщины агара, причем посев делают в виде двух сходящихся, но не пересекающихся лучей. Чашки инкубируют в течение суток при 37оС, а затем при 25оС. Нитчатая форма образуется в толще агара по периферии посева в течение 3-7 дней. При задержке филаментации культуру засевают на среду Городковой, посевы инкубируют при 22оС в течение 10-15 дней, периодически исследуя для выявления аскоспор. Также наряду с микроскопическим исследованием нативных препаратов, мазки окрашивают по Цилю-Нильсену; при этом кислотоустойчивые споры воспринимают рубиново-красную окраску. Эффективное окрашивание спор истинных дрожжей достигается при использовании 2% водного раствора фуксина.
В последнее десятилетие разработан ряд автоматизированных систем для видовой идентификации грибов рода Candida, в основу которых положено определение ассимиляционной способности изучаемых культур. Каждая лунка содержит определенный источник питания, посевы инкубируются при 30оС в течение 24 ч. Помутнение среды свидетельствует об ассимиляции данного источника питания, регистрация результатов производится фотометрически. При помощи компьютера по нумерационно-кодовому принципу осуществляют видовое определение штамма.
Серологическая диагностика. Высокую диагностическую значимость имеет реакция непрямой иммунолюминесценции. У большинства здоровых лиц ее интенсивность составляет 1:10 – 1:20, диагностическим считается титр 1:80 и более. Для реакции агглютинации частиц латекса, сенсибилизированных соматическими антигенами, диагностическим считают титр 1:8; у больных с выраженной иммуносупрессией диагностическое значение имеет 4-кратное увеличение титра в процессе заболевания. Для поиска антигенов гриба используют частицы латекса, сенсибилизированные антителами, но во избежание ложноположительных результатов, в сыворотке должен отсутствовать ревматоидный фактор.
При использовании встречного иммуноэлектрофореза выявление 2 и более дуг преципитации имеет диагностическую ценность. У здоровых лиц, а также у больных поверхностным кандидозом дуги преципитации, как правило, отсутствуют. При перекрестном иммуноэлектрофорезе у больных висцеральным кандидозом выявляется в среднем 10 дуг преципитации (пределы колебаний – 5-20), при кандидозном эндокардите – около 8 (1-11), а в контрольной группе – 2 (0-5). Специфичность метода увеличивается при использовании промежуточного геля с конкавалином А, который связывает маннан, содержащийся в виде примеси в препаратах соматических антигенов.
Большую ценность, чем титрование антител, имеет определение в сыворотке циркулирующих антигенов гриба, особенно цитоплазматических. Определение антигенов осложняется формированием в сыворотке иммунных комплексов. Полисахаридные антигены высвобождаются из этих комплексов кипячением, для белковых антигенов методы выделения не разработаны. При диссеминированном кандидозе маннан выявляют у 50-70% больных при его отсутствии у здоровых лиц, что придает находке диагностическую значимость. Методом газо-жидкостной хроматографии в сыворотке определяют метаболиты гриба – маннозу и арабинитол. Определение сывороточного содержания арабинитола основывается на способности некоторых видов (C. albicans, C. tropicalis, C. pseudotropicalis, C. parapsilosis) синтезировать это вещество. При почечной недостаточности рекомендуется одновременное определение концентрации арабинитола и креатинина, так как скорость выделения этих веществ одинакова.
Диагностика системного кандидоза. Своевременный диагноз системного кандидоза представляет значительные трудности, поскольку клиническая симптоматика неспецифична. В диагностике кандидоза основная роль принадлежит лабораторным методам исследования: микроскопическим, культуральным, газохроматофическим и молекулярным.
Выявление кандидемии считается наиболее значимым диагностическим маркером гематогенного кандидоза и служит абсолютным показанием к проведению противогрибковой терапии. Следует иметь в виду, что системный кандидоз может не сопровождаться кандидемией. Наиболее важным признаком диссеминированного кандидоза является грибковый эндофтальмит (экссудативные изменения желто-белого цвета сосудистой оболочки глаза). Поэтому офтальмологическое обследование считается весьма значимым в комплексе диагностики и мониторинга больных, имеющих факторы риска диссеминированной кандидозной инфекции. Однако кандидозный эндофтальмит не является начальным признаком генерализации грибковой инфекции, даже у больных с кандидемией поражение сетчатой оболочки выявляют лишь в 9-15% случаев. Другие проявления диссеминированного кандидоза (в частности, поражения кожи и артрит) отмечаются крайне редко у больных в ОИТ. После операций, не затрагивающих почки, мочевой пузырь, а также в тех случаях, когда не было длительной катетеризации мочевого пузыря, кандидурия с выделением большого числа КОЕ является весьма подозрительным симптомом гематогенного поражения почек.
Серологические методы включают определение антител к Candida spp. с помощью различных методов: (1) агглютинации, (2) иммуноэлектрофореза и (3) иммунодилюции. К сожалению, интерпретация получаемых данных часто затруднительна, поскольку антитела обнаруживаются и у здоровых людей, и в случаях обычной колонизации. Более того, эти методы дают отрицательный результат при грибковой инфекции у больных с иммунодефицитными состояниями и в начальной стадии системного кандидоза. Большей информативностью обладают серологические методы определения антигенов Candida spp., однако они также обладают лишь умеренной чувствительностью в случаях системного кандидоза.
Перспективным методом диагностики является хроматографическое определение метаболитов грибов – D-арабинитола в различных биологических жидкостях и тканях инфицированных больных. Большинство патогенных Candida spp. (кроме С. crusei и C. glabrata) продуцируют значительное количество D-изомера арабинитола, и в сыворотке больных при инвазивном кандидозе определяется его повышенное содержание, а также повышение отношения D-арабинитол/креатинин. В проспективных клинических исследованиях подтверждена значимость серийных определений D-арабинитола для диагностики кандидоза у онкологических больных с нейтропенией. Однако инвазивный кандидоз во многих случаях протекает без кандидемии, что не может не отражаться на содержании D-арабинитола в крови и снижает диагностическую ценность метода.
Весьма информативным является метод молекулярной лабораторной диагностики – полимеразная цепная реакция (ПЦР), позволяющая определить специфические области ДНК C. albicans, а также других грибов, в частности Аspergillus spp. Чувствительность ПЦР достигает 100%, а специфичность – 98%. По данным H.Einsele и соавт. (1997), положительная ПЦР позволяет в среднем на 4 дня раньше, чем при обычном обследовании, установить диагноз диссеминированного кандидоза или легочного аспергиллеза. Высокая чувствительность метода позволила K.Ikegami и соавт. (1999) определить наличие ДНК грибов в крови у более 50% больных в критическом состоянии, у которых не было фунгемии, а у многих также и признаков системной воспалительной реакции. Однако, по мнению M.Ruhnke (1999), подтверждение диагностической роли молекулярных методов исследования нуждается в дальнейших доказательных клинических исследованиях.
Источник
Эпидемиология и этиология урогенитального кандидоза
Актуальность проблемы урогенитального кандидоза (УГК) в акушерстве и гинекологии обусловлена, прежде всего, высокой частотой развития осложнений беременности (невынашивание, мертворождение). Не вызывает сомнения и то, что инфекция половых путей при беременности является доминирующим фактором риска развития эндометрита и инфицирования новорожденного [1-3]. Эпидемиологический анализ показал, что источником инфицирования младенцев служат преимущественно материнские штаммы Candida spp. [4, 5]. Достоверными факторами, подтверждающими риск развития диссеминированных форм кандидоза у новорожденных, являются очень низкая масса тела новорожденного (<1500 г) и гестационный возраст (<32 нед), когда частота грибковых поражений составляет 2,0-4,5%, а летальность – от 25 до 50% [6].
В настоящее время вопросы этиологии УГК, в том числе причины его развития и формирования хронических и осложненных форм, остаются спорными. В ряде зарубежных исследований показано, что частота системного и местного инфицирования штаммами Candida non-albicans значительно возросла среди ВИЧ-инфицированных женщин [7, 8], у женщин в постменопаузе, а также у пациентов с некомпенсированным сахарным диабетом [9, 10].
На основании результатов микробиологических исследований, проводимых отечественными учеными [11], было показано, что за последние 11 лет лидирующую позицию в развитии УГК занимает C. albicans. Так, частота развития УГК, обусловленного C. albicans, в разные годы составляла 83,7-86%, а на долю видов non-albicans приходилось всего 14-16,3% культур.
Видовая неоднородность возбудителей УГК свидетельствует о необходимости видовой идентификации Candida spp. с целью обеспечения эффективной противогрибковой терапии.
Учет больных на территории Российской Федерации инфекциями, передаваемыми половым путем (ИППП) за период 1993-1998 гг. продемонстрировал увеличение заболеваемости ИППП в 3,2 раза, причем в структуре заболеваемости ИППП удельный вес заболеваемости УГК в указанный период времени составил 17,8%. Следует отметить, что данные об официальных показателях заболеваемости УГК, начиная с 1999 г., в Российской Федерации отсутствуют. В связи с этим, начиная с 1999 г. и по настоящее время, сведения о распространенности неспецифических заболеваний влагалища основываются только на данных научных исследований, как отечественных, так и зарубежных, которые зачастую противоречивы.
Так, многочисленные зарубежные источники констатируют, что почти у 75% женщин репродуктивного возраста имелся хотя бы один случай УГК в течение своей жизни [12-15]. Многочисленные исследования российских ученых свидетельствуют о том, что УГК является одной из самых частых причин обращения женщин к гинекологу [2, 16, 17]. Установлено, что этиологическим фактором около 60% вагинитов являются C. albicans. При этом в ряде публикаций выявляется четкая тенденция к увеличению роли Candida non-albicans (Candida glabrata, Candida crusei,Candida tropicalis и др.) к возникновению вагинитов [18, 19]. По мнению Т.И. Рубченко, это явное преувеличение [20].
Следует отметить, что в настоящее время существует мнение, согласно которому, чтобы подчеркнуть значимость исследований, авторы намеренно увеличивают частоту заболеваний УГК. Это обусловлено не истинной актуальностью проблемы, а появлением большого количества новых препаратов для лечения УГК и необходимостью продвижения их на рынок.
Особенности клинической картины урогенитального кандидоза и кандидоносительства
В настоящее время проблема УГК имеет большое эпидемиологическое значение из-за высокой заболеваемости, роста числа хронических рецидивирующих форм, широкого распространения вагинального носительства грибов и, что самое важное, бесконтрольного применения в популяции противогрибковых препаратов и как следствие развития лекарственной устойчивости грибов.
Различают 3 клинические формы УГК:
1) острый УГК (ярко выраженные воспалительные изменения слизистых оболочек с обильными творожистоподобными белями, длительность заболевания не превышает 2 мес) [21-25];
2) хронический (рецидивирующий) УГК (при длительности заболевания более 2 мес на слизистых оболочках вульвы и влагалища преобладают вторичные элементы в виде инфильтрации, лихенизации, атрофичности тканей) [26-29];
3) кандидоносительство (отсутствие клинических проявлений).
Существует еще одна классификация, по которой выделяют 2 клинические формы УГК: первичный эпизод УГК и рецидивирующий УГК.
Как правило, клиническая картина первичного эпизода УГК идентична острой форме УГК.
Рецидивирующий УГК рассматривается как особый вариант течения хронической формы заболевания [30]. По официальным данным, 5-10% пациенток, имевших в анамнезе 4 симптоматических эпизода, не связанных с приемом антибактериальных препаратов, в течение 1 года страдают рецидивирующим УГК [31-33]. Обычно причина рецидивов у большинства женщин неизвестна, и такая форма УГК трудноизлечима, несмотря на проводимую антигрибковую терапию [33, 34]. Рецидивирующее течение возможно благодаря глубокому проникновению гриба в клетки многослойного эпителия и образованию фагосом, в котором морфологические неизмененные грибы могут длительное время существовать и даже размножаться, будучи защищенными от действия лекарственных средств.
В зарубежной литературе принято использовать термины «осложненный» и «неосложненный» УГК.
Неосложненный УГК включает 2 категории: у здоровых небеременных (дополнительно выделяют легкую и среднюю степень тяжести) и беременных женщин.
Осложненный УГК: больные с экстрагенитальной патологией (сахарный диабет, иммуносупрессия и др.), тяжелое течение, рецидивирующий (1 раз в месяц и чаще) [35-39].
В последнее время большое внимание уделяется УГК non-albicans-этиологии. УГК, этиологическим фактором которого являются С. non-albicans, чаще развивается у женщин старше 35 лет. Клинические проявления в этом случае менее яркие, выделения из влагалища менее скудные. Слизистая оболочка влагалища более отечная, сухая, иногда с синюшным оттенком. Серовато-белые налеты скудные, мелкоточечные, располагаются редко и неравномерно в виде вкраплений. Большие и малые половые губы лихенизированны, покрыты трещинками. Для УГК non-albicans-этиологии характерно превалирование зуда над жжением, что объясняется более высокой активностью экскретируемых ферментов возбудителей [40-43].
Некоторые исследователи предлагают различать 3 формы УГК, в зависимости от состояния вагинального микроценоза [44, 45]:
1) истинный кандидоз, при котором грибы выступают в роли моновозбудителя, вызывая клинически выраженную картину УГК. При этом в вагинальном микроценозе в высоком титре присутствуют грибы рода Candida (более 104 КОЕ/мл) наряду с высоким титром лактобацилл (более 106 КОЕ/мл) в отсутствие диагностически значимых титров других условно-патогенных микроорганизмов;
2) сочетание УГК и бактериального вагиноза, при котором дрожжеподобные грибы участвуют в полимикробных ассоциациях как возбудители заболевания. В этих случаях дрожжеподобные грибы (чаще в высоком титре) обнаруживаются на фоне большого количества (более 109 КОЕ/мл) облигатно-анаэробных бактерий и гарднерелл при резком снижении концентрации или в отсутствие лактобацилл. Одной из особенностей УГК является нередкое сочетание кандидоинфекции с условно-патогенными бактериями, обладающими высокой ферментативной и литической активностью, что создает благоприятные условия для внедрения грибов в ткани [46-49]. В связи с этим профессор О.К. Хмельницкий сформулировал положение о микст-микоинфекции и обозначил его как «УПГ-плюс» (УПГ – условно-патогенные грибы-плюс), подразумевая под знаком плюс различные микроорганизмы, ассоциированные с УПГ (сапрофиты, условно-патогенные и патогенные микроорганизмы). При микст-микоинфекции клинические проявления имеют особенности, зависящие от степени манифестации и агрессивности инфекционного агента, от фазы менструального цикла, что определяет клиническое своеобразие и усложняет диагностический поиск [50];
3) бессимптомное кандидоносительство, при котором отсутствуют клинические проявления заболевания, дрожжеподобные грибы выявляются в низком титре (менее 104 КОЕ/мл), а в составе ассоциантов вагинального микроценоза абсолютно доминируют лактобациллы в умеренно большом количестве. Следует учитывать, что кандидоносительство в определенных условиях может переходить в клинически выраженную форму и быть источником диссеминации микотической инфекции (у ВИЧ-инфицированных женщин, при тяжелых полиорганных поражениях и травмах, нейтропении) [51-54].
При кандидоносительстве нельзя исключать и следующие моменты:
– возможность передачи дрожжеподобных грибов от матери к плоду;
– возможность инфицирования полового партнера;
– диссеминацию кандидозной инфекции из влагалища в другие органы и ткани [55-58].
Для кандидоносительства, как правило, характерны отсутствие жалоб больных и выраженной клинической картины заболевания. Однако при микробиологическом исследовании в отделяемом влагалища в небольшом количестве (<104 КОЕ/мл, редко 105 КОЕ/мл) обнаруживаются почкующиеся формы дрожжеподобных грибов, в большинстве случаев без псевдомицелия.
В работах О.К. Хмельницкого [59] обсуждаются следующие варианты носительства грибов:
1) транзиторное носительство, при котором колонизация грибами рода Candida слизистых оболочек не вызывает нарушения их функции и не проявляется клинически;
2) резидентное носительство, при котором колонизация по тем или иным причинам усиливается, сопровождается появлением почкующихся форм гриба и явлениями адгезии. Подобный неинвазивный процесс связан, в первую очередь, с дисбиозом и с синергизмом с условно-патогенной биотой [45].
На основании изложенного в 1996 г. О.К. Хмельницким был введен новый термин «просветочный прединвазивный кандидоз». Данное состояние свидетельствует о возможности инфекции без инвазии, т.е. инфекционный процесс возможен без образования агрессивной формы гриба (псевдомицелия) [60]. Однако это предположение всегда требует дополнительного подтверждения.
В настоящее время нет единых критериев и надежного способа диагностики, который позволял бы отличить состояние болезни от кандидоносительства. Остаются нерешенными не только вопросы о значении наличия кандидоносительства в развитии УГК, но и наиболее значимых факторов, способствующих переходу кандидоносительства в УГК. Данные литературы не отражают единого подхода к вопросам своевременной диагностики и тактики лечения пациенток с кандидоносительством.
Сравнительный анализ эффективности современных подходов к лабораторной диагностике урогенитального кандидоза и кандидоносительства
Возможности и ограничения различных методов лабораторной диагностики УГК определяют актуальность разработки диагностического алгоритма своевременной идентификации грибов рода Candida.
По мнению большинства исследователей, микроскопическое исследование является самым востребованным методом лабораторной диагностики УГК. Тем не менее обнаружение почкующихся клеток псевдомицелия в патологических биосубстратах чаще свидетельствует об инфекции [18]. В то же время не представляется возможным в каждом конкретном случае определить этап трансформации колонизации грибами рода Candida в кандидоинфекцию. По результатам микроскопической диагностики биосубстратов не всегда представляется возможным верифицировать кандидоз, что не позволяет назначать адекватную стартовую антифунгальную терапию. Поэтому необходимо комплексное обследование больных, включая бактериологическую диагностику, которая позволяет не только выделить чистую культуру гриба, провести его идентификацию, но и определить степень колонизации гриба (количество колониеобразующих клеток в единице объема субстрата), а также его чувствительность к противогрибковым препаратам [18, 61, 62]. Недостатком бактериологического метода диагностики является отсутствие единых подходов к интерпретации количественных критериев выделения Candida spp. [62], а также необходимость ожидания результатов роста гриба на питательных средах в течение нескольких дней.
Большие надежды возлагались на выявление патогенности штаммов гриба. Данные исследования F.C. Odds и соавт. [63] показали, что характеристика патогенности гриба не может служить критерием разграничения носительства и патологического процесса, так как фенотипические признаки грибов C. albicans у больных и здоровых одинаковы; высоко- и низковирулентные штаммы одинаково часто встречаются как у тех, так и у других. Для того чтобы гриб рода Candida из сапрофитного состояния перешел к паразитарному, должна осуществиться эффективная колонизация поверхности слизистой оболочки, начальным этапом которой является адгезия [64, 65]. Однако достоверных различий в адгезивной способности грибов, выделенных от больных и носителей, не отмечено. Это и понятно, так как адгезии противостоят мощные защитные механизмы слизистых оболочек [64] и лишь нарушение их по каким-то причинам приводит к развитию кандидозных поражений.
Как выяснилось, не могут служить основой дифференциальной диагностики носительства и кандидоза и используемые в клинической практике иммунологические критерии. Агглютинирующие и преципитирующие антитела против C. albicans выявляются у большинства здоровых и больных. Усиление колонизации без развития кандидоза может приводить к нарастанию титров антител. Введение антимикотических препаратов вызывает снижение титров противокандидозных антител у носителей, не меняя их у больных [66].
Таким образом, ни один из перечисленных критериев (выделение гриба, определение его количества при бактериологическом исследовании, результаты микроскопического исследования на грибы, показатели адгезивности и вирулентности, иммунологические и клинические показатели) не могут служить надежной основой дифференциальной диагностики кандидоносительства и УГК.
Наиболее перспективным в настоящее время направлением в диагностике не только урогенитальных инфекций (УГИ), но и в целом ИППП, способным значительно дополнить классические методы лабораторных исследований, являются молекулярно-биологические методы, в частности с применением полимеразной цепной реакции (ПЦР); ПЦР-диагностика в реальном времени (ПЦР-РТ) представляется наиболее перспективным методом диагностики ИППП.
В Европейских стандартах 2003 г. ведения больных с ИППП кроме бактериологического метода исследования рекомендуется использование методов амплификации нуклеиновых кислот: «Посев для выделения культуры возбудителя, амплификационные тесты для определения антигена (амплификация нуклеиновых кислот) должны проводиться во всех случаях взятия проб. Эти методы обладают высокой чувствительностью и обеспечивают подтверждение диагноза. У пациентов с бессимптомной инфекцией амплификационные тесты на нуклеиновые кислоты могут быть более чувствительными, чем метод получения культур» [67].
ПЦР-анализ, в основе которого лежат выявление фрагмента ДНК возбудителя и многократное его воспроизведение, достаточное для визуального учета, успешно используется, в то время как культуральный метод в связи с длительностью исполнения (несколько недель) не является актуальным в повседневной практике [68]. При сравнительной оценке ПЦР без количественного учета и ПЦР-РТ авторами был сделан вывод, что ПЦР-РТ может быть использована как полезный диагностический метод для идентификации и оценки количественного учета в повседневной практике [69].
Однако и этот метод имеет ряд существенных недостатков: отсутствие единых тест-систем, что может привести к различным результатам при использовании тест-систем различных производителей, а также отсутствие возможности определения чувствительности к противогрибковым препаратам.
Меняющиеся эпидемиологические параметры заболеваемости определяют необходимость постоянного усовершенствования методов лабораторной диагностики УГК и тестирования in vitro чувствительности грибов к антимикотикам. В настоящее время в лабораторной диагностике грибов хорошо зарекомендовала себя тест-система ФУНГИТЕСТ («Био-Рад», США), которая позволяет проводить не только идентификацию грибов, но и определить их чувствительность к антимикотикам. Система включает 6 противомикотических препаратов: флуцитозин, амфотерицин, миконазол, кетоконазол, интраконазол и флуконазол. Тест-система, разработаная с учетом пограничных концентраций, позволяет разграничивать штаммы на чувствительные, устойчивые и с промежуточным типом устойчивости, обозначаемым как дозозависимая чувствительность.
Таким образом, данные литературы свидетельствуют, что, несмотря на большое количество работ, вопросы этиологии, диагностики и тактики ведения пациентов с УГК и кандидоносительством остаются до конца не решенными. В связи с этим становится очевидной необходимость проведения комплексной и качественной лабораторной диагностики с целью дальнейшего выбора адекватного ведения и лечения больных с УГК.
Источник